Mito 5:
“Quanto maior a carga de carbono melhor a coluna de fase reversa”
Falso. Parece haver equívocos sobre o papel do comprimento da cadeia, a carga de carbono, cobertura de superfície, e assim por diante, quando se trata das populares fases ligadas de alquilas. Em geral, no mecanismo verdadeiro de fase reversa, onde a retenção é baseada na hidrofobicidade relativa das moléculas do analito, ou seja, a retenção é baseada na carga de carbono, quanto maior a carga de carbono, maior a retenção. A carga de carbono pode ser proporcional ao comprimento da cadeia, mas isso não é necessariamente uma regra. Uma sílica gel típica tem cerca de 8,0 umol /m2 de silanóis reativos que são utilizados para ligações com reagentes organosilanos. Se, por exemplo, para uma dada cobertura de superfície de uma fase ligada com camada simples em umol/m2, quanto maior o comprimento da cadeia, mais carbonos estariam presentes e, portanto, a retenção será proporcional ao comprimento da cadeia. Porém, se uma fase ligada de cadeia mais curta (digamos C8) tiver uma maior cobertura de superfície, teremos mais carbono na superfície e consequentemente maior retenção que uma coluna C18. Além disso, alguns fabricantes utilizam fases ligadas poliméricas (utilizando di e triclororganosilanos), que aumentam a cobertura da fase ligada; ou seja, uma coluna polimérica de cadeia mais curta pode apresentar uma cobertura muito maior que uma fase monomérica de cadeia mais longa. Algumas vezes estas fases poliméricas apresentam uma camada mais espessa da fase ligada, o que resulta numa fase estacionária com uma transferência de massa pior que uma fase ligada monomérica. Colunas de fase reversa altamente carregadas de carbono estão mais propensas ao colapso de fase. Para colunas como essa, quando a quantidade de modificador orgânico cai abaixo de 10% em meio aquoso, estas colunas de fases hidrofóbicas preferir uma auto-associação (colapso de fase) ao invés de estar em uma solução aquosa polar. Assim, nesnta situação, ter uma elevada carga de carbono poderá ser prejudicial para o sucesso da cromatografia de fase reversa e sua reprodutibilidade de tempo de retenção.
Mito 6:
“Sempre se consegue maior eficiência utilizando uma coluna empacotada com partículas menores”
Falso. Embora que para uma coluna bem empacotada a eficiência aumente quando o diâmetro médio de partícula diminui, se os efeitos extra-coluna contribuirem de forma elevada para o aumento do alargamento de banda, o desempenho superior desta coluna não será atingido. Efeitos extra-coluna são todos os volumes adicionais que acontecem no sistema cromatográfico, excluindo-se o próprio empacotamento da coluna. Estes volumes adicionais incluem:
- volume de injeção incluindo o tamanho do loop de injeção como também o volume adicional dentro da válvula(s) de injeção.
- volume do tubo da saída do injetor até a entrada da coluna.
- volume da coluna de guarda (se presente).
- volume do filtro de linha (se presente).
- volume interno de anilhas e parafusos de entrada e saída, incluindo porosidade do frit e canais preferenciais de fluxo.
- volume da tubulação entre a saída da coluna e a entrada do detector.
- volume da tubulação dentro do detector e antes da célula de fluxo.
- volume da célula de fluxo.
Então, você pode minimizar o volume de injeção e manter tubulações curtas e de diâmetros corretos para minimizar esses efeitos extra-colunas, mas se houver uma tubulação de 0,20 polegadas conectando a saída da coluna ao detector, então a largura de banda deve ser grande o suficiente para afetar a eficiência da separação. Por isso, tenha certeza que os efeitos extra-coluna estão minimizados para que você possa conseguir a eficiência esperada de colunas com partículas menores que 2 um ou colunas de menores calibres (1,0 mm de diâmetro interno por exemplo).
45 comentários:
Olá Ronaldo,
Parabéns pelo seu blog...ele com certeza está ajudando muita gente...
Estou tentando analisar 59 pesticidas em coluna pequena de 4,6 mm x 50 mm x 1,8 um...mas o tempo de retenção e a forma dos picos de alguns produtos variam entre uma corrida e outra...
A corrida tem 10 minutos e 5 ul de volume de injeção, já aumentei o post time para 10 minutos (reequilíbrio) e não adiantou...vc tem alguma idéia do que mais posso fazer??? Uso gradiente de acetonitrila/ac. fórmico e água/ac. fórmico e detector MS/MS.
Obs: O aparelho não é dimensionado para UHPLC...mas já vi pesquisadores que fizeram trabalhos semelhantes...
abraços, Graziela.
Olá Graziela,
Inicialmente, obrigado pelo post !! A idéia é trocarmos conhecimento mesmo e tentarmos ajudar o maior número de pessoas.
Precisamos de mais algumas informações para tentarmos ver em que ponto do desenvolvimento deste método nós estamos:
- você já consegue separar os 59 pesticidas ? Você consegue 59 picos com uma resolução mínima (2 é o mínimo indicado) em 10 minutos ??
- qual seu fluxo e pressão de trabalho para esse método ??
- você fez alguns testes com volumes menores de injeção ??
Antes de suas respostas, já adianto algumas possibilidades:
- sua coluna tem partículas de 1,8 um de tamanho, e são indicadas para UHPLC, por isso é provável que o seu fluxo esteja baixo, e provavelmente fora da faixa indicada pela Equação de Van Deemter;
- o volume injetado está dentro do aceitável quando falamos de sobrecarga de volume, mas podemos ter sobrecarga de massa, por isso desconfio que esse volume esteja um pouco alto;
Por favor, fique à vontade em postar e compartilharmos informações.
Abraço,
Ronaldo
Olá Ronaldo,
Obrigada pela atenção...
Não consegui separar os 59 pesticidas mesmo testando vários gradientes, todos saem na corrida de 10 minutos e como o detector é MS/MS uso mrm...
Estou usando fluxo de 0,35 ml/min e a pressão de 240 bar...fiz alguns cálculos para a transferência para UHPLC mas vou testar fluxos maiores...
Não testei volumes menores de injeção pois o injetor não garante repetibilidade abaixo de 5 uL.
O que vc me recomenda???
Olá graziela,
Quanto ao detector de Massas, realmente sou leigo no assunto, conheço um pouco de teoria e nunca trabalhei com a técnica.
Quanto à cromatografia, realmente seu fluxo de trabalho não é ideal, e com certeza está atrapalhando a separação. É provável que caso você aumente o fluxo, a pressão fique excessivamente alta, o que inviabiliza testes (acabamos caindo no UPLC). Quanto ao volume de injeção, acho que vale fazer sim algumas tentativas de volumes menores, e caso a separação melhore, podemos depois testar a reprodutibilidade, pois ainda estamos na fase de separação e desenvolvimento do método. Na falta de um UPLC, eu tentaria colunas de HPLC (mínimo partículas de 3,5 um), com tamanho mínimo de 15 cm (acho que 25 cm seria ideal) e tentaria com o gradiente separar um pouco melhor. Claro que essa corrida deve ficar maior, mas pelo menos teríamos resultados mais confiáveis e um método possivelmente robusto. Caso se possível, me mande um cromatograma no meu e-mail e continuamos a discussão.
Abraço,
Ronaldo
Alguem sabe me informar ou dar alguma dica de como eu faço para conseguir experiencia em cromatografia? Eu estou cursando ensino superior,se alguem tiver informacao de empresas precisando de estagiarios, cursos ou qlq coisa do genero me mandem um email:
cecideoliveiranunez@hotmail.com
Olá Cecií,
Para adquirir experiência em HPLC, você vai ter que estudar bastante a teoria (há bastante coisa na internet) e se realmente você gostar da teoria, você pode procurar fazer um treinamento prático, dado pelos grandes fabricantes mas são cobrados.
Qualquer dúvida, é só perguntar.
Abraço,
Ronaldo
Olá Ronaldo,
gostaria de pedir a sua ajuda mais uma vez. Necessito da coluna L46 pra um determinado método farmacopéico e não consigo encontrar fabricante/fornecer desta coluna. Poderia me dar uma dia de onde eu posso encontrar essa coluna?
Desde já agradeço!
Abraço!
Olá Luiz !!
Achei algumas informações pra você:
L46 CarboPac PA1
Fludeoxyglucose F 18 Injection, Streptomycin Sulfate (see Dionex Application Note 181), Streptomycin Injection, Streptomycin for Injection
L46* IonPac AS14A
Ademetionine disulfate tosylate
L46* IonPac AS11
Topiramate (limit of sulfamate and sulfate)
Os códigos na frente do L46 são o nome da coluna. Essas colunas são fabricadas pela Dionex
http://www.dionex.com.br/?p=texto.asp&c=colunas_e_acessorios
O link acima é da página do fabricante aqui no Brasil.
Saiba que você pode pedir ajuda à eles com relação à sua aplicação para comprar a coluna, essas grandes empresas sempre tem um quimico de aplicação, capaz de te orientar e avaliar se a coluna vai te atender ou não.
Boa sorte e caso necessite de mais ajuda é só escrever !!
Abraço,
Ronaldo
Ronaldo, bom dia, primeiramente parabéns pelo blog, e pela grandiosa iniciativa, meu nome e Douglas e sou farmaceutico, somente gostaria de saber se voce ainda esta ativo com o blog, pois gostaria de trocar alguns conhecimentos.
Grato.
Douglas
Olá Douglas,
O blog está ativo sim, o que ocorre é que muitas pessoas não gostam de escrever em blog, e como deixei meu e-mail aberto, recebo mais e-mail do que post. Claro que o objetivo é compartilhar informação, por isso caso você tenha temas ou materiais para divulgar, fique à vontade de enviar que divulgarei no blog e é claro que os créditos serão seus.
Abraço,
Ronaldo
Ronaldo, boa tarde, ja havia postado um comentario no seu blog, perguntando se o blog estava ativo ainda, meu nome e Douglas e sou farmaceutico, gostaria de pedir pra vc algumas informações referentes a forma correta de integração de picos, o que levar em consideração na hora de integrar, e quais eventos de integração utilizar?
Fico grato pela atenção.
Douglas
Olá Douglas,
Sua pergunta é bem abrangente e ao mesmo tempo muito simples: o bom senso é a melhor ferramenta no momento de integrar seus picos. Digo isso porque as ferramentas e possibilidades são quase infinitas, mas devem ser bem usadas, pois, por exemplo, num desenvolvimento de metodologia, esquecermos a inibição de área ativada, pode ser que um degradante ou sub-produto importante não seja localizado. Outro exemplo é uma janela de integração muito grande numa análise de isômeros ou aminoácidos, o que vai provavelmente acarretar erro na identificação dos picos.
Por ter atuado alguns anos na indústria farmacêutica e ter quase sempre poucos picos e amostras muito puras, a cromatografia é relativamente simples, oque resulta em simplicidade no momento de inegração. Mas tive alguns problemas em vários clientes com aminoácidos, polímeros, matrizes vegetais e animais mais complexas que necessitaram de um tratamento mais complexo na hora da integração.
O que posso te orientar é o seguinte:
- use o bom senso
- use sempre o menor número de parâmetros possíveis
- leia o help ou manual do seu software: é lá que você tem tudo que precisa para entender o que está fazendo
Tenho bom conhecimento no software Empower, e estou adquirindo bons conhecimentos em Chemstation e EzChrom, por isso se tiver alguma dúvida específica poste aqui que vamos aprender juntos.
Grande abraço,
Ronaldo
Bom dia Ronaldo!
Muito bom seu blog, sou novo nessa área de hplc mas tem uma duvida?
Trabalho no ramo farmacêutico e tem um produto que analiso no hplc e o tempo de uso da coluna é muito precoce, ou seja usando uma coluna nova c18 por 02 dias direto, quando eu lavo e depois vou usar novamente, a calda abre muito.
Quando uso a coluna e não lavo, ela dura 2 semanas sem dar problemas.
O que fazer para lavar corretamente a coluna e ter mais tempo de uso?
Sendo que a fase movel 45/55 metanol/tea 0,1 % ph 5,3
Obrigado!
Olá Eds,
Preciso de mais informações para tentarmos te ajudar, pois algumas coisas podem estar "detonando" sua coluna tão cedo.
Temos que saber qual é sua amostra, como você está lavando essa coluna e a qualidade dos seus reagentes, pois reagentes de má qualidade vão deixar impurezas que acabam quelando dentro de sua coluna, já uma lavagem com 100% de água vai causar o que chamamos de colapso de fase (demora muito mais tempo para equilibrar após esse fenômeno), e se sua lavagem não estiver fazendo o que deve ser feito, componentes da sua amostra que estão sendo dissolvidos junto com seu analito podem estar ficando dentro da coluna.
Me mande algumas das informações solicitadas para podermos tentar te ajudar mais.
Abraço,
Ronaldo
Olá!!! Gostaria de fazer um pedido, sei que o blog é para discussões avançadas sobre a utilização do HPLC nas análises, porém gostaria de pedir para voce uma apostila ensinando como faz toda a programação no softaware. Passo a passo. E explicando qual a finalidade de cada passo. Eu estou estagiando numa empresa farmaceutica, e gostaria de poder aprender a utilizar o hplc já que é de grande importância dentro da empresa que trabalho. Aguardo sua resposta. Um forte abraço
Obrigado pelo post amigo.
Quanto ao nível das discussões, o blog é pra realmente tentar ajudar quem precisa, independente do nível de conhecimento.
Sobre sua pergunta: existem vários softwares no mercado para controle e aquisição de dados cromatográficos, e por isso, sem saber qual software você usa, eu nem imagino como possa te ajudar. Caso você queira me informar, posso sim te auxiliar tirando dúvidas e auxiliando no que for preciso, mas material completo só quem possui são os fabricantes, e esse material é fornecido em treinamentos dado pelos mesmos.
Por isso, fico à sua disposição para auxiliá-lo tirando dúvidas ou passando dicas.
Grande abraço,
Ronaldo
Bom dia, Ronaldo!
Ótimo seu blog, muito obrigada por sua iniciativa! Se o Brasil tivesse mais caras assim, dispostos a ajudar, esse país seria outro!
Sou farmacêutica e trabalho como técnica de um laboratório na USP. Tinha visto um HPLC apenas uma vez na vida na graduação, e caí aqui de pára-quedas com um HPLC da Shimadzu e estou há mais de um ano e meio tentando montar uma metodologia pra separar 3 peptídeos do plasma de ratos.
O pior é que ninguém sabe nada de HPLC por aqui, e estou me matando pra descobrir tudo sozinha! Tenho problemas em conseguir separar meus peptídeos de outros picos da amostra, por mais que eu já tenha mudado a curva dos solventes, a temperatura de análise, o fluxo, mudei os próprios solventes em si, o tempo de análise. Nunca consigo separar todos os peptídeos na mesma corrida, algum/uns deles sempre caem 'dentro' de outros picos da amostra.
Além disso, tenho uma concentração mega baixa na amostra, por mais que eu faça SPE e liofilize e re-dilua num volume bem pequeno, e injete um volume de 10 a 20uL na coluna, os picos sempre são pequenos e é muito difícil conseguir separá-los.
Será que você teria como me dar alguma dica?
Muito obrigada novamente!
Abraços,
Marina
Olá Marina,
Obrigado pelos elogios e desculpe a demora na resposta !!
Quanto às suas dúvidas, vamos lá:
A separação de peptídeos / aminoácidos realmente não é a coisa mais fácil de fazer em cromatografia, por isso é normal sua dificuldade.
Pelo que você comentou, você já mexeu em vários componentes da separação, e não conseguiu bons resultados, mas o principal a ser mudado quando a separação é difícil é a coluna, pois é nela que toda a mágica acontece.
Outra coisa bastante importante é se você está usando um método realmente para aminoácidos, com derivatização pré ou pós-coluna, para aumentar sua resposta e ajudar na separação, dependendo da técnica utilizada.
Me mande um e-mail que passo para você um material que deve te esclarecer ou ajudar a resolver seus problemas.
Um grande abraço,
Ronaldo
Parabéns pelo Blog.
Gostaria de saber se existe prazo de validade para se usar Fase Móvel?
Por exemplo onde trabalho nós trocamos de fase móvel a cada 4 dias, mesmo estando cheio, isso não seria um exagero?
Obrigada,Pricilla
Olá Priscilla,
Obrigado pelo post.
Esta sua pergunta é uma das mais importantes no dia-a-dia do usuário de HPLC.
Podemos dividir estes problemas com Fase móvel:
Contaminação: fracos mal fechados e tampados, laboratórios sem ar controlado, entre outros, são possíveis fontes de contaminação, e quando são insolúveis no solvente da FM, provavelmente eles serão retidos pelo filtro presente no frasco de FM, mas se os contaminantes forem solúveis, provavelmente poderão interagir com a coluna cromatográfica.
Precipitação: as FM's com tamponamento, são os maiores problemas para o equipamento e coluna, pois os tampões, quando muito tempo parados no sistema, irão precipitar, e com isso a química da análise estará comprometida, além do risco de ocorrer a precipitação no interior do equipamento e/ou coluna.
Fungos: os frascos contendo somente água ou tampão por muito tempo sobre o equipamento, com a ação de temperatura e luz, podem fungar e ocasionar entupimentos e problemas no sistema e colunas.
Os cuidados são as seguintes:
- H2O para HPLC: devem ser trocadas a cada 24 horas, e caso necessário usar volumes grandes em análises demoradas, sempre utilizar frasco âmbar, controlar a temperatura do ambiente e nunca deixar esta água parada no sistema;
- tampões: o pH de tampões apresentam variações depois de 2 ou 3 dias de uso (dependendo da concentração e sais utilizados), por isso e importante filtrá-los e reajustar o pH da FM. Frasco âmbar também é indicado. O armazenamento por longos períodos não é indicado.
- evite, quando possível, deixar frascos com 100% de água ou tampão, pois caso não seja utilizado gradiente de FM, a mistura do modificador orgânico junto com o tampão/água no mesmo frasco minimiza problemas deste tipo.
Sempre lembro que muitas dicas são de experiências práticas e não são verdades absolutas, por isso é sempre bom buscar outras fontes de informação.
Abraço !!
Bom dia Ronaldo,
Tenho muitas dúvidas quanto a integração de picos quando estes apresentam algum tipo de cauda, frontal ou distal. Como proceder? Devo considerar a integração feita inicialmente pelo equipamento ou ajustar?
Boa noite Gabriela,
Obrigado pela sua pergunta.
A integração é um assunto bastante interessante e crítico para garantirmos um resultado de qualidade.
A maioria dos softwares nos dá uma integração inicial simples, mas que normalmente consegue resolver a integração do dia-a-dia. Estes softwares possuem ferramentas diversas e muitas até bastante complexas para separar caudas, ombros, picos mal resolvidos ou coeluidos, etc.
O que sempre indico ao cliente é o seguinte: o bom senso deve prevalecer numa integração, ou seja, nada de invenções ou integrações "diferentes", mas sim uma integração eficiente e sempre as mesmas regras para padrões e amostras, para termos também um resultado confiável.
Um abraço e fico à sua disposição para maiores detalhes e esclarecimentos.
Abraço,
Ronaldo
Olá Ronaldo, em primeiro lugar, parabéns pelas informações compartilhadas.. muito úteis e esclarecedoras. Aproveito também para comentar com você e colegas uma situação que aconteceu comigo ao fazer algumas corridas no HPLC e que talvez possam me ajudar. Realizei uma analítica de uma amostra (desconhecida) na concentração de 1mg/ml e fluxo de 1ml/min, sendo que o volume da injeção foi de 20 microlitros. Após alguns ajustes com a fase móvel, obtive um pico aparentemente bem simétrico que parecia ser apenas uma substância. Nossa coluna é semi-prep, e quando fui tentar isolar esse pico utilizando a amostra na concentração de 50mg/ml, fluxo de 3,5ml/min e volume de injeção de 100 microlitros, esse único pico viraram 4. Ou seja, a princípio parecia que não estava puro apesar de pela analítica/espectros parecer apenas uma substância. Fiz algumas curvas de diluições e constatei que em menores concentrações esses picos diminuiam até ter 1 novamente. Eu pergunto, é comum isso acontecer? Desde já agradeço a atenção. Abraços, Josiane
Olá Josiane,
Obrigado por participar e compartilhar sua experiência com o blog.
Achei excelente a situação pela qual você passou, pois ela é muito curiosa e instigante para mim também, pois nunca vi ocorrer algo parecido.
Tenho bem pouca experiência com Cromatografia Preparativa, mas seguindo minha lógica em colunas analíticas, quando você aumenta fluxo e concentração, você começa a sair das condições cromatográficas ótimas, o que causa alargamento de bandas e perda de resolução. Já no seu caso, 4 componentes que não se separaram numa condição analítica (utilizando uma coluna semiprep) se separaram bem em condições semi-preparativa. Vou tentar buscar informações para entender o ocorrido, e caso você encontre algo diferente mantenha-nos atualizado.
Grande abraço,
Ronaldo
Ronaldo,
Estou com um problema de variação de pressao em HPLC Ionico, não é bolha no sistema.
Acredito que possar ser alguma sugeira que esta atrapalhando o funcionamento da bomba, o que posso tentar passar no sistema?
Boa noite Carlos,
Obrigado pelo seu posto no blog !!
A bomba de um HPLC iônico não é diferente de uma bomba de HPLC tradicional, por isso as regras são as mesmas.
A variação de pressão pode ser causada por muitos fatores, entre eles:
- selos de pistão danificados
- check valves (válvulas que restringem a passagem do solvente num único sentido) defeituosas
- cavitação, causado pelo ar dentro das cavidades dos pistões (bolhas)
- filtros de solvente entupidos
- entre outros
Inicialmente tente a purga normal da sua bomba, utilizando um solvente bem desgaseificado (isopropanol é muito bom para a retirada de bolhas, mas não esqueça de passar água se utilizou o sistema com tampões); após a purga, desconecte a saída da bomba e aumente o fluxo para 3 - 5 ml/min e verifique se ocorre a pulsação do jato de FM; caso isto esteja ocorrendo, retire o filtro de solvente da FM utilizada e repita o teste por mais 2 ou 3 minutos; se o problema persistir, a chance é grande de um defeito na sua bomba, muito possivelmente a(s) check valve(s).
Como não tenho detalhes sobre a marca do seu sistema, este é um guia geral. Você pode tentar olhar seu manual de usuário da bomba para verificar se há dicas para resolução do seu problema.
Boa sorte e estou sempre às ordens !!
Abraço !!
Olá Ronaldo...parabéns pelo blog...muito bom achar respostas que precisamos no dia a dia e que infelizmente não encontramos em artigos científicos ou mesmo revistas especializadas.
Gostaria de pedir uma ajuda. Estou tendo um problema de variação brusca na pressão do equipamento HPLC, isso ocorre somente quando uso o solvente acetonitrila, mesmo variando de 50 a 100%, seja em alta ou baixa vazão 0,100 mL min a 1,500 mL min, já fiz varias tentativas para descobrir o que pode estar ocorrendo, mas sem sucesso. Quando passa pelo sistema isopropanol, água a pressão volta a se normalizar. Obrigado.
João
Olá João,
Obrigado por visitar o blog !!
Vamos ao seu problema:
- seu problema já é famoso e conhecido pelos especialistas, travamento de check valve de entrada com ACN. O que ocorre é que a superfície usinada da safira sintética da check valve pode catalizar contaminantes presentes na ACN (aminas alifáticas). Este problema faz com que a check valve trave e comprometa sua função.
- a sonificação da check valve com MeOH normalmente resolve o problema, e alguns especialistas dizem que a sonificação com ácido nítrico remove a camanda polimérica.
- este problema é responsável pelo surgimento das check valves ativas, que controlam mecanicamente a passagem do solvente. Outros fabricantes produziram check vaslves duplas, ou seja, você possui 2 check valves na entrada do pistão, para minimizar os problemas de travamento.
- como não sei qual é a marca do seu sistema, desconfio seriamentre que este é o problema.
Caso precise de maiores informaçÕes, escreva para a gente !!
Abraço !!
Ronaldo
Estou com problema no HPLC onde subitamente a pressão caiu e não estou tendo vazão para a coluna. Procuramos soluções no manual e não conseguimos encontrar algo que descrevesse nosso problema, checamos se há vazamento e visivelmente não encontramos. Como poderemos resolver esse problema?
Agradeço desde já a colaboração.
Atenciosamente,
Emanuella Santos Sousa
Boa noite Emanuella e obrigado pela visita !!
- aparentemente você tem um problema da bomba, pois se você não tem pressão, provavelmente não tem fluxo;
- coloque fluxo e retire sua coluna, e veja se sem a resistência da coluna aparece o fluxo; se sim, provavelmente são as check valves da bomba; se não, você pode ter um filtro de solvente entupido, selos vazamento ou até mesmo motores defeituosos;
- um entupimento também pode causar este problema, por isso a tentativa de usar H2O quente como FM para desentupir (se utilizar muito tampão, a chance é grande) deve ser considerada
Boa sorte e fico à sua disposição.
Abraços !!
Bom dia Ronaldo, Parabéns pelo Blog! Uma pena você ter parado de atualizar. Estou com dois problemas no HPLC de trabalho. Inicialmente ele apresenta um vazamento no leak channel independente do volume de injeção, seja ela 20 microlitros ou 100 microlitros, já trocamos o rotor seal, stator face e tivemos uma tentativa de troca de válvula porém nenhum deles resolveu nosso problema, o que deveriamos fazer?
O segundo problema é na analise do Sulfato de Gentamicina, em alguns artigos ha indicios do uso de um pré coluna de derivação para leituras no UV, como devemos preparar essa pré coluna de derivação? Agradeço desde já sua atenção. Obrigada
Olá Gi,
Obrigado pela visita e elogio, e eu também sinto muito não poder alimentar o blog, mas o problema realmente é tempo.
Vamos lá à suas perguntas:
- Você me falou sobre um problema de vazamento, mas para eu poder te ajudar eu preciso saber a marca do equipamento, pois cada injetor funciona de um jeito e dependendo da marca, o que você está chamando de vazamento, na verdade é o funcionamento normal do sistema de injeção.
- Quanto a derivação, há uma variedade de possibilidades de inserir o derivatizante na sua análise, mas o mais comum é uma bomba auxiliar que adiciona o reagente no caminho fluídico (normalmente um T é utilizado para isto), em seguida um coil de reação (basicamente é um tubo longo para permitir a interação entre amostra e reagente), e isto entrando na sua pré-coluna. Não posso afirmar 100% que é esta a configuração deste método pois há uma infinidade de variações e loucuras que já vi no mercado.
Qualquer coisa me escreva novamente.
Boa sorte !!
Ronaldo
Bom dia Ronaldo, Obrigada pela sua resposta, nosso aparelho é Agilent 1260 e modolo injetor G1329B, e nunca havia apresentado esse comportamento e por isso estamos estranhando o vazamento, que excede os limites do injetor e atinge tanto o sensor de umidade do injetor quanto o sensor de umidade do forno, estamos tentando resolver o problema, mas por hora tem um vail pendurado coletando o excesso para podermos injetar.
Com relação a analise da Genta, em alguns papers temos a informação de que ela não é detectável no UV e em outras que com uma pré coluna de OPA e ác mercaptoacético tornamos a mesma visível. Mas não sabemos como proceder com a pré- coluna. Muito obrigada pela atenção, espero que você possa voltar em breve com seus ótimos posts no blog.
Boa tarde Gi,
Pelo descrição do problema, você está com um vazamento no selo do rotor da Rheodine. Lembro que caso o sistema não sofra manutenção preventiva periódica, outras partes do seu sistema podem ter outros problemas. Indico os serviços da Agilent, da qual sou parte do time, e teremos prazer em resolver seu problema.
Telefone Agilent: 0800-7281405
Sobre seu método, realmente as derivatizações mais utilizadas são baseadas em detectores de Fluorescência, e você pode reagir em bancada ou dependendo do reagente utilizar o sistema de derivatização pós-coluna.
Boa sorte !!
Estou obtendo pico negativo em meu cromatograma de uma amostra conhecida, porem ja troquei coluna, fase movel, estabilizei por mt tempo e nada, ainda com picos nevativos, antes nao havia esses picos, a unica coisa que aconteceu para com que isso acontecesse foi que deixei funcionando de um dia pro outro, porem quando voltei, ocorreu uma parada repentina da leitura e secou minha FM, fazendo com que entrasse ar na coluna, porem troquei por uma nova, e obtive picos negativos, equipamento hplc agilent 1260, chemstation software. Robertson Freitas
robertsonfreitas@hotmail.com
Boa noite Robertson.
Obrigado por postar sua dúvida aqui no blog !
Seu problema é relativamente comum, e é o que normalmente acontece com quem deixa entrar ar no sistema cromatográfico. Vamos às considerações, imaginando que seu detector é UV-Vis:
- em UV-Vis, uma das poucas coisas que apresenta picos negativos e o próprio ar, e o que parece ter acontecido com seu sistema é que uma bolha (ou mais de uma) estão alojadas em alguma parte do HPLC;
- a maior chance é de uma bolha estar parada na célula de fluxo do detector, e ela fica indo e voltando dentro da célula, causando o pico negativo; uma boa purga em todo o sistema com isopropanol deverá resolver se este for o problema;
- uma outra possibilidade é o mal funcionamento do seu degasser, que pode não estar sendo eficiente na retirada de bolhas e de tempos em tempos uma pequena quantidade de ar é formada e passa pelo detector;
- outras possibilidades também existem, pois após um sistema trabalhar à seco, selos de bomba podem ser comprometidos, bolhar podem estar em qualquer lugar do seu sistema, entre outros problemas;
- degaseifique bem sua F.M. e purge o sistema com isopropanol, que acredito que solucionará seu problema.
Boa sorte !!
Ronaldo
Boa Noite, Ronaldo muito obrigado pela resposta era o que estavamos imaginando realmente o ar, me tira uma duvida, existe algum metodo de limpeza para pré-coluna? A minha fase movel é composta de acn acetato de na e trietilamina, tentei deixar um tempo no ultrassom com acn mas sem sucesso, acho que a sujeira fez foi encrostar mais (rs). Muito bom trabalho esse blog. Parabens
Boa tarde Robertson,
Obrigado mais uma vez por nos visitar !!
Vamos à dúvida sobre pré-colunas: as pré-colunas não são projetadas para serem reutilizadas, pois a função delas é exatamente sofrer a pressão, os entupimentos e o que mais de ruim vier a acontecer no lugar da coluna analítica. Claro que você pode tentar limpá-las, mas eu particularmente não indico. Se for tentar, nunca no ultrassom, pois a agitação danifica todo o leito empacotado da pré-coluna, que já é naturalmente mais frágil que o da coluna analítica. Outra informação importante é nunca lavar colunas com tampões, sais e ou modificadores somente com orgânico, pois o risco de precipitação é enorme. Sempre lave com fluxo máximo de 1 ml/min com água:orgânico (90:10) inicialmente, e depois disso, o ideal é desenvolver uma lavagem para cada metodologia, pois não há receita de bolo. Na falta desta lavagem, utilize gradiente entre água e orgânico, variando a composição da FM em 5% em cada platô, por no mínimo 10 minutos cada composição. Exemplo: 90:10 água:orgânico por 10 min, 85:15 por 10 min e assim sucessivamente. Lembrando que esta lavagem é um paliativo para quem não possui colunas dedicadas por método e nem lavagens específicas. As lavagens com backflush são muito boas também, mas é necessário bastante conhecimento e cuidados para ter sucesso.
Boa sorte !!
Boa tarde Ronaldo,
Eu trabalho com HPLC com detector de fluorescência, para detecção de glicanos. Não aparece nenhum pico do meu ladder (dextrana) só a linha de base zero (limpinha) minha coluna esteve mal armazenada pode ser que tenha secado? porque a lampada ainda tem umas 100h para ser trocada. Já lavei com as soluções que o fabricante recomenda mas segue sem aparecer.
Olá Juvissan,
Obrigado por escrever para nós !!
Seu problema é bastante curioso meu amigo. Vamos por partes:
- imaginando que seu equipamento esteja funcional, e seu detector em bom estado de uso, você deve tirar sua coluna, colocar uma união no lugar dela e injetar seu padrão, para pelo menos garantirmos que seu problema não é a coluna cromatográfica;
- uma coluna, mesmo que velha, te daria alguma resposta (considerando que você conheça o mínimo de detecção em fluorescência, como excitação, emissão, etc), mesmo que em tempo de retenção não esperado ou em baixa intensidade;
- lâmpadas de fluorescência duram uma eternidade, sendo raríssimos os casos de necessidade de troca (sistema Waters e Agilent funcionam assim)
- outro teste possível é utilizar os diagnósticos do seu detector (normalmente todas as marcas possuem algum teste que checa se há problemas básicos com o detector);
- rodar um outro padrão como o antraceno ou o próprio teste de Raman da água ajudaria a ver se seu detector está em boas condições de uso;
- resumindo: se injetar sem coluna e tiver resposta, o problema é a coluna; se não sair seu analito, ou o problema é o padrão ou seu HPLC; injetando um padrão novo e certo que responde em fluorescência e não obtenha resposta, o problema deve ser o detector e/ou o HPLC.
Claro que o número de variáveis que não temos como avaliar num diagnóstico tão superficial à distância é grande, mas creio que você já tem um caminho pra tentar resolver seu problema.
Muito boa sorte !!
Boa noite Ronaldo
Seu blog tem despertado interesse e tenho recomendado a alguns amigos, entao tenho uma situaçao atipica, falei com o suporte tecnico do fabricante porem nao obtive uma resposta clara, tenho dois hplc agilent um 1200 series e outro 1260 infinity, no entanto flow cell diferente uma 10mm e outra 60mm, estou de maos atadas pois nao tem como eu replicar o metodo do 1200 para o 1260 pois fazendo a mesma setting do metodo, mesma injeçao e preparacao da amostra, obtenho valores mt mais altos no 1260, conhece ou sabe se existe algum tipo de configuracao onde eu nao mude a inj, nem preparacao da amostra e muito menos o comp de onda que é 214nm, para eu obter a mesma resposta?
Desde ja obrigado.
Bom dia Robertson,
Obrigado por divulgar este trabalho !! A ideia é realmente melhorar o nível de conhecimento dos usuários de cromatografia líquida, pois isto gera perda de tempo e recursos, e a visão míope dos empresários ainda é a de que treinamento é gasto, e não investimento.
O seu problema é um caso típico da falta de informação sobre a técnica (não exatamente seu, mas de quem comprou o segundo sistema): muitos usuários, quando são perguntados sobre que técnica de análise utilizam para o produto / analito "x", respondem: cromatografia ou HPLC !! Não !! Cromatografia não analisa nada !! Cromatografia na verdade é um tratamento de amostra, ou uma técnica preparativa, e na maioria dos casos a técnica de análise é o famoso UV-Vis, pois o detector mais difundido e simples é o UV-Vis, seja ele de comprimento de onda fixo ou varredura (PDA ou DAD).
O fato é que no seu caso, a única solução é a compra da célula de fluxo de 10 mm do 1260, pois não há o que fazer em termos de metodologia quando 1 sistema tem caminho ótico de 10 mm e o outro de 60 mm. Esta célula de 60 mm é excelente para análise de hormônios e degradantes, mas eu nunca indicaria a compra somente dela, pois a grande maioria dos métodos de farmacopéias é com célula de 10 mm, além disso, como no seu caso, se você tem um equipamento antigo, acaba limitando o uso do novo método desenvolvido em 60 mm para um HPLC em célula de 10 mm. Alguém poderá te dizer que como isso é um parâmetro da lei de lambert-beer, você poderia dividir a resposta por 6 (na teoria a célula de 60 mm daria exatamente 6 vezes mais que a célula de 10 mm), mas na prática há muitos outros fatores do detector que impossibilitam tal consideração.
Em resumo, é necessário ter o mesmo caminho ótico nos 2 sistemas, por isso você terá que comprar ou 1 flow cell de 60 mm pro mais antigo (não sei qual é o modelo do seu detector, mas creio que não terá essa opção, ver com a Agilent), ou uma nova célula de 10 mm pro 1260 (creio ser o mais prático).
Boa sorte !!
Olá! Estou atualizando o software do Cromatógrafo, a questão é que quando injeto uma corrida o sistema não avança e permanece equilibrando o método. Há alguma forma de bloquear uma corrida? Como sua visão sobre o software com a versão atual da Agilent pode me ajudar?
Olá Vitória,
Obrigado por nos visitar !!
Puxa Vitória !! Com as informações que você me passa eu não tenho nem como te dar uma dica, mas já te adianto que software é bem complicado de ajudar sem detalhes.
Que software estamos falando ? Que versão ? Há alguma mensagem de erro no software ? E no equipamento ?
Uma das coisas que muitos clientes esquecem é que empresas de instrumentação analíticas como a Agilent, por exemplo, possui um suporte telefônico muito bom, e que pode te direcionar em como resolver o problema. Nos casos mais graves um orçamento pode ser solicitado no caso da necessidade de uma visita.
Fico à sua disposição caso tenha maiores detalhes para que eu posso tentar te ajudar.
Abraço,
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